水分是植物生長的必要條件,土壤水分是影響植物體內水分狀況的重要因素.迄今關于植物在干旱脅迫下生理生化特征變化的研究較多,大量研究表明:干旱脅迫會導致植物細胞內活性氧自由基產生和清除的不平衡,從而出現活性氧自由基的大量積累,并由此引發和加劇了細胞的膜脂過氧化,對植物造成傷害.植物體內為保護自身免受傷害形成相應的抗氧化保護系統,如超氧化物歧化酶\\(SOD\\)、過氧化氫酶\\(CAT\\)、過氧化物酶\\(POD\\)和抗壞血酸過氧化物酶\\(APX\\)等,在清除超氧自由基、過氧化氫和過氧化物以及阻止或減少羥基自由基形成等方面起著重要的作用,保護植物細胞膜和敏感分子免受活性氧的傷害[1-3].

紅花玉蘭\\(MagnoliawufengensisL.Y.Ma et L.R.Wang\\)[4]為2004年被首次發現的木蘭科木蘭屬玉蘭亞屬新種,在發現紅花玉蘭新種的同時發現了與紅花玉蘭處于相同與相近分布區的多瓣紅花玉蘭\\(Magnolia wufengensisvar.multitepalaL.Y.Ma etL.R.Wang\\)[5]類群,具有極高的觀賞價值和科研價值,可作為城市綠化樹種和山地造林樹種,具有廣闊的推廣應用前景.由于紅花玉蘭僅發現一株且很少結實,所以本研究中選用多瓣紅花玉蘭為材料.近年來對紅花玉蘭的抗逆性研究多集中在抗寒性方面,且表現為低溫脅迫下質膜相對透性升高,可溶性糖及脯氨酸含量增加[6];隨著溫度的降低,紅花玉蘭枝條的SOD、POD、CAT 3種酶的活性逐漸增強,具有一定的耐寒潛力[7].但至今關于紅花玉蘭抗旱性方面的研究還未見報道.本實驗以一年生多瓣紅花玉蘭幼苗為材料,通過盆栽試驗研究不同干旱脅迫對紅花玉蘭幼苗生長和生理生化特性的影響,以探討紅花玉蘭對不同土壤水分條件的反應和適應能力,為紅花玉蘭的引種和推廣利用提供依據.

1、 材料和方法

1.1 材 料

以紅花玉蘭種子為試驗材料進行盆栽試驗.盆栽選用直徑10 cm、高15 cm的塑料容器,每盆裝風干土1.0 kg,土壤為椰絨B腐質土=1B3,選取籽粒飽滿、大小一致、無病蟲害的種子于2009年3月23日播種,每盆播種3粒,播種后置于三峽大學溫室內進行培養,保證土壤水分充足,使之不會成為苗木生長的限制因子,使其萌芽,幼苗出土后通過間苗每盆保留1株,緩苗生長3個月,于7月中旬選取長勢一致的苗木進行控水處理.

1.2 處 理

采用完全隨機區組試驗設計,設置對照\\(CK\\)、輕度脅迫\\(T1\\)、中度脅迫\\(T2\\)和重度脅迫\\(T3\\)4個水分處理梯度,每處理5次重復.采用稱重法進行控水處理,CK、T1、T2和T3處理土壤水分含量依次為田間最大持水量的75%~80%、55%~60%、40%~45%和25%~30%.

1.3 測定指標及方法

1.3.1 生理生化指標 各處理在脅迫的第10、20、30、40、50天的早上取第3~5葉位成熟葉片,立即帶回實驗室進行超氧化物歧化酶\\(SOD\\)、過氧化物酶\\(POD\\)、過氧化氫酶\\(CAT\\)、抗壞血酸過氧化物酶\\(APX\\)活性及相對含水量\\(RWC\\)、丙二醛\\(MDA\\)和游離脯氨酸\\(Pro\\)含量測定,在第50天時測定葉綠素和可溶性蛋白含量,均重復3次.其中,SOD活性采用NBT還原法[8]測定,POD活性采用愈創木酚顯色法[9]測定,CAT活性采用紫外線分光光度計吸收法[10]測定,APX活性采用紫外分光光度法[8]測定;葉片RWC采用烘干法[11]測定,MDA含量采用硫代巴比妥酸法[11]測定;脯氨酸\\(Pro\\)含量采用磺基水楊酸提取茚三酮顯色法[9]測定;葉綠素含量采用紫外分光光度計比色法[12]測定;可溶性蛋白含量采用李合生的考馬斯亮藍法[13]測定.

1.3.2 生長指標 在處理的第50天,每處理水平于標記處測定苗高\\(H,cm\\)、地徑\\(D,cm\\);分別用流水沖松盆土,輕取幼苗,洗凈吸干,在萬分之一天平上稱單株鮮重,最后在105e殺青20 min后,于80e烘箱中烘干至恒重,分器官稱其根、莖、葉干重,并進一步計算生物量和根冠比,每處理測定樣株5株,取平均值.

1.4 數據統計分析

用SPSS 16.0進行方差分析,Excel統計并制圖.

2 、結果與分析

2.1 干旱脅迫對紅花玉蘭幼苗生長的影響

從表1可以看出,隨著干旱脅迫的加劇,紅花玉蘭單株苗高、地徑和根、莖、葉生物量均逐漸減少.其中,株高在T1、T2、T3處理與CK相比分別顯著下降21%、23.64%、34.22%\\(P<0.05\\);地徑在T1處理下與CK無顯著差異,在T2和T3處理中分別比CK顯著下降22.78%、27.84%\\(P<0.05\\);地上部分莖、葉生物量及總生物量在T1處理下與CK無顯著差異,在T2和T3處理下極顯著低于CK\\(P<0.01\\),而地下部分根\\(包括主根和側根\\)生物量僅在T3處理下較CK受到顯著抑制\\(P<0.05\\);根冠比在各水分處理條件下與CK均無顯著差異,在T1處理下比CK下降10.30%,在T2和T3處理下分別比CK上升3.5%、6.8%.以上結果表明,干旱脅迫抑制紅花玉蘭單株生物量累積,并在一定程度上能抑制其地上部分生長、促進地下部分生長,從而使光合產物分配到根的比例增多,并通過提高根冠比來適應土壤干旱脅迫.

2.2 干旱脅迫對紅花玉蘭幼苗葉綠素含量和葉片組織相對含水量的影響

2.2.1 葉綠素含量 表2顯示,各干旱脅迫處理對紅花玉蘭幼苗葉綠素含量產生一定的影響,其Chla、Chl b、Chl含量在T1處理下較CK無顯著差異,三者在T2處理中分別比CK顯著降低33.52%、15.35%和29.40%,在T3處理中分別比CK顯著下降64.28%、23.95%和55.08%\\(P<0.05\\);Chla/Chl b在T1和T2處理下與CK差異不顯著,在T3處理下顯著降低53.84%\\(P<0.05\\).以上結果表明,輕度干旱脅迫對紅花玉蘭葉片光合潛力的影響不大,在中度和重度干旱脅迫時紅花玉蘭葉片的光合潛力受到顯著抑制;葉綠素a對活性氧的反應較葉綠素b敏感,使得葉綠素a的降低幅度高于葉綠素b,導致葉綠素a/b比值下降;葉綠素含量降低抑制了光合作用中的光能吸收與轉化作用.

2.2.2 葉片組織相對含水量\\(RWC\\) 如圖1所示,紅花玉蘭幼苗葉片組織相對含水量均隨著干旱脅迫程度的加劇而有所下降,且其在同一處理水平下隨著脅迫時間的延長也呈逐漸下降的趨勢.其中,在T1處理下各處理時間與CK相比均無顯著差異;T2和T3處理在脅迫初期各處理葉片相對含水量下降緩慢,與CK之間無顯著差異,而在脅迫第50天時,T2和T3處理相對含水量分別為69.68%、58.47%,與同期對照相比分別下降了17. 99%、31.19%,差異達到極顯著水平\\(P<0.01\\).以上結果表明,干旱脅迫程度越重,脅迫時間越長,紅花玉蘭幼苗葉片的相對含水量下降得越快,即葉片受影響程度與干旱脅迫程度呈正比.

2.3 干旱脅迫對紅花玉蘭幼苗可溶性蛋白、脯氨酸和丙二醛含量的影響

2.3.1 可溶性蛋白含量 從圖2,A可以看出,紅花玉蘭幼苗葉片可溶性蛋白含量隨著干旱脅迫程度的加劇而逐漸積累升高,且在T1處理下與CK相比無顯著差異,而在T2和T3處理下分別高出對照60.69%和167.35%,差異達到極顯著水平\\(P<0.01\\).可見,干旱脅迫對紅花玉蘭葉片的可溶性蛋白含量影響較大,可溶性蛋白在其抵御干旱逆境時起到了重要的調節作用.

2.3.2 脯氨酸\\(Pro\\)含量 由圖2,B可知,紅花玉蘭幼苗葉片Pro含量均隨著干旱脅迫程度的加劇而有所上升;在同一處理水平條件下,隨著脅迫時間的延長,葉片Pro含量也呈現逐漸升高的趨勢.其中,T1處理在脅迫后的前40 d內Pro含量與CK相比無顯著差異,而在脅迫處理50 d時差異顯著\\(P<0.05\\);T2和T3處理Pro含量在脅迫20 d時與CK相比差異顯著\\(P<0.05\\),隨著脅迫時間的延長,Pro含量逐漸升高,在脅迫50 d時,T2和T3處理Pro含量較CK分別極顯著上升了137.96%、146.88%\\(P<0.01\\).表明隨著干旱脅迫時間的延長,紅花玉蘭幼苗葉片表現出明顯的脯氨酸積累現象,而且脅迫程度越強,脯氨酸的積累現象越明顯.

2.3.3 MDA含量 如圖2,C所示,紅花玉蘭幼苗葉片MDA含量在各處理水平變化趨勢大體相同,即隨著脅迫時間的延長,MDA含量呈現先升后降再升的趨勢.其中,在脅迫處理第20天時,各處理的MDA含量都升高到第一個峰值,此時T1、T2、T3處理的MDA含量分別顯著高于對照28. 71%、36.40%和62.14%\\(P<0.05\\),且T2、T3處理達到極顯著水平\\(P<0.01\\);在脅迫第30天時,各處理MDA含量降低到低谷值后開始回升,且各處理間無明顯差異.表明干旱脅迫下紅花玉蘭葉片膜脂過氧化作用逐漸加強,膜系統受到破壞,膜透性增加.

2.4 干旱脅迫對紅花玉蘭幼苗保護酶活性的影響

大量研究證據表明,干旱誘導的膜脂過氧化是造成植物細胞膜受到損傷的關鍵因素,而膜傷害是導致植物組織傷害和衰老的重要誘導因素,但植物在干旱脅迫時可以動員保護酶來有效清除自由基,保護細胞膜免遭氧化傷害.干旱脅迫下,保護酶活性的變化因植物品種、脅迫方式、脅迫強度和脅迫時間而不同,整個保護酶系統的防御能力的變化取決于這幾種酶彼此協調的綜合結果[14].

2.4.1 SOD活性 圖3,A顯示,在干旱脅迫期間,CK紅花玉蘭葉片的SOD活性基本保持穩定,T1、T2、T3處理的葉片SOD活性均明顯高于同期對照.

其中,在脅迫處理初期,各處理葉片SOD活性呈現上升的趨勢,在脅迫30 d時增至最高點,此時T1、T2、T3的SOD活性分別顯著高于CK 50.77%、101.57%和131.05%\\(P<0.05\\),且T2、T3處理達到極顯著水平\\(P<0.01\\),即SOD在清除活性氧方面起到重要的作用;在干旱脅迫后期,各處理葉片的SOD活性逐漸下降,但其SOD活性仍明顯高于對照且維持在較高水平,這說明長時間干旱脅迫將使各處理紅花玉蘭幼苗抗氧化能力逐漸衰退,從而對紅花玉蘭幼苗產生傷害,但SOD仍具有一定的清除效應．2.4.2 POD活性 從圖3,B可以看出,POD活性的變化趨勢與SOD活性一致,隨著不同處理脅迫時間延長,POD活性基本呈現先升后降的變化趨勢,在整個脅迫過程中T1處理與CK相比無顯著差異,T2、T3處理的POD活性在脅迫前期明顯升高,在脅迫30 d時達到最大值,此時T2和T3處理與CK相比分別顯著升高62.56%\\(P<0.05\\)和82.97%\\(P<0.01\\).這說明紅花玉蘭葉片保護酶POD活性在干旱脅迫下增強,能通過增強POD活性來抵御干旱逆境對其所造成的傷害.

2.4.3 CAT活性 由圖3,C可以看出,在整個干旱脅迫期間,T1、T2、T3處理葉片的CAT活性均明顯高于同期對照;隨著脅迫時間的延長,不同處理的CAT活性表現出先升后降的總體趨勢,并在脅迫30 d時均達到最大值,此時T1、T2、T3處理CAT活性分別為25.78、26.23和33.74 U!g-1FW!min-1,分別較CK高44.58%、47.11%和89.23%,且與CK差異極顯著\\(P<0.01\\).可見,紅花玉蘭有較強的清除活性氧的能力,但長時間的脅迫也會造成一定的傷害;同時,干旱脅迫處理末期紅花玉蘭的CAT活性仍維持在較高的水平,表明此時的CAT仍有一定的有效性,從而將活性氧的傷害限制在一定的范圍內.

2.4.4 APX活性 圖3,D顯示了干旱脅迫各處理

梯度的APX活性變化情況.其中,在干旱脅迫期間,CK處理的APX活性基本保持穩定,T1、T2、T3處理均高于同期CK;在整個脅迫過程中,各處理APX活性呈先上升后下降的趨勢,T2、T3處理在脅迫30 d時增至最高點,而T1處理在脅迫40 d時增至最高點;在干旱脅迫30 d時,T1、T2、T3的APX活性分別顯著高于同期CK的44.24%、90.09%和99.33%\\(P<0.05\\),且T2、T3處理達到極顯著水平\\(P<0.01\\).結果表明,紅花玉蘭幼苗葉片中APX活性在干旱脅迫下保持較高水平,在清除活性氧的過程中發揮著重要作用,使紅花玉蘭幼苗表現出較強的干旱傷害修復能力.

3、 討 論

3.1 干旱脅迫下紅花玉蘭幼苗生長指標變化特征

生長量是植物對干旱脅迫的綜合反應,也是評估干旱脅迫程度和植物抗旱能力的可靠標準.大量研究表明,干旱脅迫條件下,植物生長受到抑制,且脅迫程度越高,受抑制現象越明顯[15].本研究結果表明,干旱脅迫對紅花玉蘭幼苗的生長和生物量分配具有明顯的影響,但仍維持其緩慢生長,保持一定的生物量增加,通過不斷調整其生長和生物量的分配策略來適應干旱脅迫.

同時,葉片相對含水量\\(RWC\\)是植株葉片細胞水分生理狀態的反映,在一定程度上反映了植物組織水分虧缺程度[16].許多研究證實:植物葉片RWC隨著脅迫程度增加而逐漸降低[17],相對較高的RWC可以有效地保持葉綠體的結構和PS?功能,使植物進行有效的光合作用[18].本試驗結果表明,紅花玉蘭幼苗在干旱脅迫條件下,土壤中可利用水分減少,導致根系吸水困難,植株組織水分虧缺,脅迫程度越高,虧缺越嚴重,但仍維持在較高水平.這說明紅花玉蘭幼苗在干旱脅迫下通過維持較高的RWC來保持其PS?功能的完整性,從而使植株保持較高水平的光合作用.

此外,葉綠素含量是植物對干旱脅迫反應敏感性的生理指標,大量的研究結果表明,干旱脅迫通過抑制葉綠素合成,并加速其分解,導致葉綠素含量直線下降[19-20].本試驗結果表明,隨著脅迫程度加劇,Chl a、Chl b和Chl含量先升高后降低,在T1條件下最高,這種變化可能是植物生長受到抑制,對葉面積減小有補償作用,是幼苗維持光合速率的生理適應機制;在T2、T3條件下大幅降低,可能與干旱脅迫下誘導葉綠體發生膜脂過氧化而產生的活性氧、丙二醛對葉綠素的破壞有關.

3.2 干旱脅迫下紅花玉蘭幼苗滲透調節物質含量變化特征

可溶性蛋白具有較強的親水膠體性質,影響著細胞的保水力,植物通過可溶性蛋白的主動積累來降低滲透勢,進行滲透調節.有研究結果表明,隨著干旱脅迫的加重,植物幼苗葉片可溶性蛋白含量先減少后增加,可溶性蛋白含量降低可能是由于蛋白酶的活性升高,使其水解加快,干旱使RNA轉錄和翻譯受到抑制,蛋白質合成減少[21].本實驗結果表明,紅花玉蘭葉片可溶性蛋白含量在3個脅迫程度下持續增加,可能是因干旱脅迫下,紅花玉蘭幼苗體內正常的蛋白質合成受到抑制,一些與適應脅迫有關的基因啟動表達,從而引起蛋白質的合成并產生脅迫誘導蛋白.

脯氨酸是植物體內重要的滲透調節物質,脯氨酸含量的增加對防止細胞內水分的過分丟失、維持細胞膜的完整性起重要作用.當植物受到干旱脅迫時,通過積累大量的脯氨酸來提高細胞的滲透調節能力,從而保證組織水勢下降時細胞膨壓得以維持[22,23].本試驗結果表明,紅花玉蘭葉片在干旱脅迫下通過脯氨酸的積累來保持一定的含水量和膨壓勢,以維持細胞正常的功能,說明紅花玉蘭在干旱脅迫下能有效地積累脯氨酸來提高自身抗旱能力.

3.3 干旱脅迫下紅花玉蘭幼苗丙二醛含量和保護酶系統變化特征

丙二醛含量的變化是反映膜脂過氧化作用的一個重要指標,其含量可以反映植物遭受逆境傷害的程度[21].前人研究表明,脂質過氧化產物和保護酶活性存在一定的相關性[14,21,24].本試驗結果表明:在水分處理初期,紅花玉蘭葉片MDA的含量逐漸增加,表明干旱脅迫下膜脂過氧化作用逐漸加強,對紅花玉蘭幼苗造成傷害;脅迫中期由于保護酶活性的增強,有效地清除活性氧,3個水分處理組的MDA含量顯著降低,在脅迫后期,保護酶活性降低,但由于前期的抗旱鍛煉,對干旱脅迫已具有一定的適應性,3個干旱脅迫處理組與對照相比MDA含量又有所增加,但增加的幅度不是很大,表明受到的傷害程度較小,這與喻曉麗[25]對火炬樹\\(Rhus typhin\\)的研究結果一致.

SOD、POD、CAT和APX是細胞抵御活性氧傷害的酶保護系統,在清除超氧自由基、控制膜脂過氧化作用,保護細胞膜正常代謝方面起重要作用[26].

SOD、POD、CAT和APX具有協同作用,從而有效清除植株體內過多的自由基,提高了苗木適應干旱脅迫的能力[13].本實驗表明:隨著干旱脅迫程度的加重,葉片SOD、CAT、POD和APX活性逐漸增強,說明在干旱脅迫下,葉片通過增強保護酶活性來抵御干旱逆境對其所造成的傷害,從而使紅花玉蘭表現出較強的抗旱能力.在脅迫初期,4種保護酶活性增大,能有效清除活性氧,降低了對細胞膜的膜脂過氧化水平,通過自身的保護酶活性變化來保護其內部組織,防止其受到由于活性氧積累帶來的傷害;隨脅迫時間的延長,4種酶活性有所下降,但多數情況下保護酶活性仍高于對照,這可能是紅花玉蘭幼苗已經形成了一定的耐旱機制,維持較高的保護酶活性水平,使活性氧代謝處于一定的平衡狀態,避免了活性氧和氧自由基對細胞的毒害作用.本研究發現SOD、POD、CAT和APX的變化規律基本一致,說明在干旱脅迫下4種保護酶活性具有一定的協同作用,從而有效清除植株體內過多的自由基,提高了紅花玉蘭苗木適應干旱脅迫的能力.

綜上所述,紅花玉蘭幼苗能通過調整自身生長和保護酶活性、葉綠素含量和丙二醛、可溶性蛋白、脯氨酸含量等來提高其抗旱性,從而有效防止了膜脂過氧化對植株的傷害,表現出較強的抗旱耐旱潛力,可以作為城市園林綠化和山地造林樹種在長江兩岸及華中、華東地區廣泛推廣應用.